Северного Кавказа
по надзору за соблюдением законодательства
в сфере массовых коммуникаций
и охране культурного наследия
ПИ №ФС77-26521 от 7 декабря 2006 года
ISSN 2073-8137
русский
english
Поиск по сайту
Адрес редакции
355017, Ставрополь, улица Мира, 310.
Телефоны
(8652) 35-25-11, 35-32-29.
E-mail
medvestnik@stgmu.ru
Журнал включён в Перечень ведущих рецензируемых научных журналов и изданий, в которых должны быть опубликованы результаты диссертаций на соискание учёной степени кандидата и доктора наук (решение Президиума ВАК Минобрнауки РФ №6/6, февраль 2010).
Журнал включён в Реферативный журнал и Базы данных ВИНИТИ РАН и зарегистрирован в Научной электронной библиотеке в базе данных Российского индекса научного цитирования на основании сублицензионного договора № 07-04/09-14 от 25 марта 2009 года.
Журнал индексируется: БД SCOPUS, Ulrich's International Periodicals Directory.
Моделирование муковисцидоза в клеточной культуре HEK293t и разработка способа коррекции мутации F508del
[Муковисцидоз]
Смирнихина Светлана Анатольевна; Кондратьева Екатерина Владимировна; Анучина Арина Артуровна; Зайнитдинова Миляуша Иршатовна; Лавров Александр Вячеславович;
Проводилось изучение возможности моделирования муковисцидоза в клеточной культуре HEK293T и коррекция мутации F508del с помощью метода CRISPR/Cas9. Протестированы четыре направляющие РНК в комбинации с тремя нуклеазами Cas9 и двумя матрицами для репарации ДНК. Моделирование муковисцидоза в клеточной культуре HEK293T достигали благодаря трансфекции в клетки дополнительной плазмиды pGEM-CFTR, содержащей локус CFTR с мутацией F508del, на которой оценивали эффективность редактирования с помощью глубокого таргетного секвенирования. Эффективность редактирования локуса CFTR составила 5,5 %. Частота коррекции мутации варьировала от 0,08 % до 0,7 % аллелей, в зависимости от используемой комбинации компонентов CRISPR/Cas9. Точность разных комбинаций Cas9/sgRNA варьировала от 61,4 % до 90,9 %, максимальный показатель зарегистрирован для saCas9/saCFTR#3. В работе продемонстрирована возможность моделирования муковисцидоза в клеточной культуре HEK293T с помощью синтетической плазмиды и оценена эффективность коррекции мутации F508del с использованием различных комбинаций CRISPR/Cas9
Список литературы:
1.Derichs N. Targeting a genetic defect: cystic fibrosis transmembrane conductance regulator modulators in cystic fibrosis. Eur. Respir. Rev. 2013;22:58-65. https://doi.org/10.1183/09059180.00008412
2. Cystic Fibrosis Foundation. Patient registry: annual data report, 2017. Bethesda, Maryland, 2018. Available at: https://www.cff.org/Research/Researcher-Resources/ Patient-Registry/2017-Patient-Registry-Annual-DataReport.pdf. Accessed November 27, 2019.
3. Rowe S. M., McColley S. A., Rietschel E., Li X., Bell S. C. [et al.]. Lumacaftor/Ivacaftor Treatment of Patients with Cystic Fibrosis Heterozygous for F508del-CFTR. Ann. Am. Thorac. Soc. 2017;14(2):213-219. https://doi.org/10.1513/AnnalsATS.201609-689OC
4. Смирнихина С. А., Лавров А. В. Современное патогенетическое лечение и разработка новых методов генной и клеточной терапии муковисцидоза. Гены & Клетки. 2018;3(XIV):23-31. https://doi.org/10.23868/201811029
5. Zhang F., Wen Y., Guo X. CRISPR/Cas9 for genome editing: progress, implications and challenges. Hum. Mol. Genet. 2014;23(R1):R40-46. https://doi.org/10.1093/hmg/ddu125
6. Lee C. M., Flynn R., Hollywood J. A., Scallan M. F., Harrison P. T. Correction of the ΔF508 Mutation in the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Gene by Zinc-Finger Nuclease Homology-Directed Repair. Biores. Open. Access. 2012;1(3):99-108. https://doi.org/10.1089/biores.2012.0218
7. Schwank G., Koo B. K., Sasselli V., Dekkers J. F., Heo I. [et al.]. Functional repair of CFTR by CRISPR/Cas9 in intestinal stem cell organoids of cystic fibrosis patients. Cell.Stem. Cell. 2013;13(6):653-658.
https://doi.org/10.1016/j.stem.2013.11.002
8. Firth A. L., Menon T., Parker G. S., Qualls S. J., Lewis B. M. [et al.]. Functional Gene Correction for Cystic Fibrosis in Lung Epithelial Cells Generated from Patient iPSCs. Cell. Rep. 2015;12(9):1385-1390. https://doi.org/10.1016/j.celrep.2015.07.062
9. Bednarski C., Tomczak K., Vom Hövel B., Weber W. M., Cathomen T. Targeted Integration of a Super-Exon into the CFTR Locus Leads to Functional Correction of a Cystic Fibrosis Cell Line Model. PLoS. One. 2016;11(8):e0161072. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0161072
10. Merkert S., Bednarski C., Göhring G., Cathomen T., Martin U. Generation of a gene-corrected isogenic control iPSC line from cystic fibrosis patient-specific iPSCs homozygous for p.Phe508del mutation mediated by TALENs and ssODN. Stem. Cell. Res. 2017;23:95-97. https://doi.org/10.1016/j.scr.2017.07.010
11. Peters-Hall J. R., Coquelin M. L., Torres M. J., LaRanger R., Alabi B. R. [et al.]. Long-term culture and cloning of primary human bronchial basal cells that maintain multipotent differentiation capacity and CFTR channel function. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. 2018;315(2):L313-L327. https://doi.org/10.1152/ajplung.00355.2017
12. Ruan J., Hirai H., Yang D., Ma L., Hou X. [et al.]. Efficient Gene Editing at Major CFTR Mutation Loci. Mol. Ther. Nucleic. Acids. 2019;16:73-81. https://doi.org/10.1016/j.omtn.2019.02.006
13. CFTR2 – Clinical and Functional Translation of CFTR. Available at: https://www.cftr2.org. Accessed November 27, 2019.
14. Sanz D. J., Hollywood J. A., Scallan M. F., Harrison P. T. Cas9/gRNA targeted excision of cystic fibrosis-causing deep-intronic splicing mutations restores normal splicing of CFTR mRNA. PLoS One. 2017;12(9):e0184009. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0184009
15. Smirnikhina S. A., Anuchina A. A., Kochergin-Nikitsky K. S., Adilgereeva E. P., Yakushina V. D. [et al.]. Experimental approaches to the target editing of the CFTR gene using CRISPR-Cas9. Bulletin of RSMU. 2018;2:14-20. https://doi.org/10.24075/vrgmu.2018.022
16. Slaymaker I. M., Gao L., Zetsche B., Scott D. A., Yan W. X. [et al.]. Rationally engineered Cas9 nucleases with improved specificity. Science. 2016;351(6268):84-88. https://doi.org/10.1126/science.aad5227
17. Kleinstiver B. P., Pattanayak V., Prew M. S., Tsai S. Q., Nguyen N. T. [et al.]. High-fidelity CRISPR-Cas9 nucleases with no detectable genome-wide off-target effects. Nature. 2016;529(7587):490-495. https://doi.org/10.1038/nature16526
18. Ran F. A., Cong L., Yan W. X., Scott D. A., Gootenberg J. S. [et al.] In vivo genome editing using Staphylococcus aureus Cas9. Nature. 2015;520(7546):186-191. https://doi.org/10.1038/nature14299
19. Clement K., Rees H., Canver M. C., Gehrke J. M., Farouni R. [et al.]. CRISPResso2 provides accurate and rapid genome editing sequence analysis. Nat. Biotechnol. 2019;37(3):224-226. https://doi.org/10.1038/s41587-019-0032-3
20. Richardson C. D., Ray G. J., DeWitt M. A., Curie G. L., Corn J. E. Enhancing homology-directed genome editing by catalytically active and inactive CRISPR-Cas9 using asymmetric donor DNA. Nat. Biotechnol. 2016;34(3):339- 344. https://doi.org/10.1038/nbt.3481
Ключевые слова: муковисцидоз, CFTR, геномное редактирование, CRISPR/Cas9, F508del, HEK293T
Учредители:
Ставропольская государственная медицинская академия
Государственный научно-исследовательский институт курортологии
Пятигорская государственная фармацевтическая академия